Annual Rev(IF=26.5)重磅综述 | 一文了解植物组蛋白修饰的功能和机制详解

如果说DNA序列是生命的蓝图，那么组蛋白修饰就是决定这份蓝图如何被解读的"超级开关"。这些看似简单的化学标记，正在颠覆我们对植物生长发育、环境适应乃至作物改良的认知。从基因表达的精准调控到转座子的沉默，从发育程序的启动到逆境响应的激活——组蛋白尾部的翻译后修饰已成为植物生命活动的核心调控枢纽。近年来，该领域研究呈现爆发式增长，新技术的突破正在以前所未有的分辨率揭示这一表观遗传密码的奥秘。

顶级期刊Annual Review of Plant Biology（IF=26.5）于2025发表的重磅综述《Functions and Mechanisms of Histone Modifications in Plants》，为我们系统解码了这一前沿领域在植物方向上的突破性进展。该综述不仅全面梳理了组蛋白修饰的分子特征、基因组定位和功能机制，更以拟南芥为核心模型，深度剖析了关键修饰标记在发育转变、环境响应中的调控网络，以及它们如何塑造表观基因组的多样性与可塑性。无论您是研究植物发育、逆境响应还是基因调控，这篇综述都提供了不可或缺的理论框架和最新见解——是每位植物科学研究者案头必备的参考文献。

细胞核内的DNA组织结构在调控染色质可及性和转录过程中扮演着关键角色。这种组织结构主要由组蛋白介导，组蛋白与DNA相互作用，形成紧密的核小体结构。这些核小体不仅起到构建DNA结构的作用，还通过组蛋白上多种多样的翻译后修饰（PTM）来调节染色质动态，这些修饰共同构成了“组蛋白密码”。

组蛋白的翻译后修饰（PTM）包括甲基化、乙酰化、磷酸化和泛素化等，这些修饰在多种生物学过程中发挥着关键作用。近年来，PTM分析技术取得了长足进步，特别是在动植物研究中应用的质谱分析技术，揭示了组蛋白修饰的多样形式和丰富程度。本节将概述拟南芥中研究最充分的几种组蛋白标记的特征、定位和分子功能。此外，还将概述负责“写入(writer)”、“读取(reader)”和“擦除(eraser)”组蛋白修饰的染色质因子，及其作用机制和调控功能。

组蛋白变体由不同于经典组蛋白的独立基因编码，通常仅在少数氨基酸上存在差异，但在分子修饰和性质上有所分化。在植物中，H2A、H2B、H3和H1都存在多种变体形式，其中H2A和H3的变体研究最为深入。

H2A有三种主要变体。H2A.X以其在DNA损伤应答中的作用最为人所知；而H2A.W为被子植物特有，主要分布于组成型异染色质区域，促进染色质凝聚。H2A.Z在转录调控中的精确功能尚未完全明晰。虽然H2A.Z常常被整合进活跃基因转录起始位点下游的+1核小体中，但它也存在于低表达基因的基因体内。

H3变体主要包括着丝粒H3（CenH3）、H3.1和H3.3。CenH3定位于着丝粒；在基因组的其他区域，H3.1在S期复制过程中沉积，而H3.3的沉积与复制无关。H3.1与转录静默区域相关，并与抑制性组蛋白标记呈正相关，而H3.3的情况则相反。与组蛋白翻译后修饰共同作用，组蛋白变体共同塑造了染色质的多样形式与功能。

在植物中，与转录沉默常相关的组蛋白修饰包括组蛋白H3第9位赖氨酸甲基化（H3K9me）、组蛋白H3第27位赖氨酸甲基化（H3K27me）以及组蛋白去乙酰化。这些沉默标记的沉积通常会增强DNA与组蛋白之间的相互作用，从而限制染色质对转录机器的可及性，最终导致转录沉默。

（1）H3K9甲基化的特征和定位

H3K9甲基化主要以H3K9me1和H3K9me2的形式发生，其中H3K9me2是植物中研究最为深入的形式。H3K9me1和H3K9me2通常标记在基因组中组成型沉默区域的重复序列，并在着丝粒区域和近着丝粒区域富集。此外，H3K9me1和H3K9me2也在第2号和第4号染色体的短、近端着丝粒臂上富集，这些区域包含核仁组织者区。因此，H3K9me1和H3K9me2不仅存在于着丝粒重复序列和转座元件（TEs）中，也存在于核糖体DNA（rDNA）簇中。H3K9me1和H3K9me2还可见于蛋白编码基因的基因体内。然而，在大多数情况下，H3K9me1和H3K9me2会被主动移除，以界定这些基因与相邻的组成型沉默元件之间的边界。尽管可以检测到H3K9me3，但其水平极低，并且主要定位于基因而非沉默区域，这引发了关于其在植物中潜在功能的疑问。

（2）H3K9甲基化的分子功能

H3K9me1和H3K9me2主要通过沉默转座子和其他重复序列来稳定基因组。这种沉默与非CG位点的DNA甲基化（尤其是CHG甲基化）紧密相关，形成一个维持H3K9甲基化与DNA甲基化的反馈回路。此外，H3K9me1和H3K9me2还可能通过与诸如ADCP1或AGDP1等因子的直接相互作用，促进染色质凝聚。H3K9me1和H3K9me2也调控rDNA的表达，并影响一小部分与发育和胁迫反应相关基因的活性，从而凸显其沉默功能的多样性。尽管关于H3K9me2的功能已有直接证据充分证明，我们对H3K9me1的理解在很大程度上仍是基于其与H3K9me2的相关性推断而来。

（3）H3K9甲基化的writer蛋白

负责H3K9me2沉积的主要写入酶是SUVH4，也称为KYP。尽管SUVH5和SUVH6也对H3K9me2的沉积有贡献，但它们在全局层面的影响不如SUVH4显著。突变研究表明，SUVH5和SUVH6分别与SUVH4功能冗余，并且三者共同几乎占据了全部的H3K9me2（图1a）。此外，SUVH4、SUVH5和SUVH6很可能也负责H3K9me1，这一点由三突变体中H3K9me1几乎完全丧失所证明。

图1：沉默标记H3K9me（a-c）和H3K27me（d-f）以及激活标记H3K4me（g-i）和H3K36me（j，k）的组蛋白写入者、读取者和擦除者。

在整个基因组中靶向H3K9me1/H3K9me2在很大程度上依赖于SUVH4/SUVH5/SUVH6与非CG甲基化的结合。这与能够识别H3K9me1/H3K9me2的DNA甲基转移酶形成正反馈回路，二者相互作用将同一位点靶向进行DNA甲基化。最新研究表明，组蛋白去乙酰化酶HDA6通过去除H3K18ac发挥作用，从而促进CMT2和CMT3介导的非CG DNA甲基化，并促进H3K9me2的沉积。理解组蛋白去乙酰化对涉及H3K9me1/H3K9me2与非CG甲基化的反馈回路的影响，可能为其他靶向机制提供新的见解。

（4）H3K9甲基化的reader蛋白

对H3K9me1/H3K9me2的识别对于与非CG DNA甲基化的反馈回路至关重要。CMT2和CMT3通过其BAH结构域和染色质结构域结合H3K9me1/H3K9me2，并在H3K9me1/H3K9me2位点沉积CHH和CHG甲基化（图1b），从而维持并强化组成型异染色质的沉默。类似地，SHH1通过其SAWADEE结构域识别H3K9me2，并通过RNA介导的DNA甲基化通路启动非CG甲基化。ADCP1已被鉴定为另一种H3K9me2阅读蛋白。ADCP1通过未知机制强化H3K9me2与非CG甲基化之间的反馈回路，并通过相分离诱导带有H3K9me1/H3K9me2标记的异染色质发生染色质凝聚。这突出表明H3K9me1/H3K9me2在强化沉默与凝聚中的作用。然而，新出现的证据表明某些阅读蛋白可能具有相反的效应。例如，AGDP3可结合H3K9me2并介导主动DNA去甲基化，打破了阅读蛋白强化这些修饰标记的常规，为后续研究提供了一个引人注目的方向。

（5）H3K9甲基化的eraser蛋白

H3K9me1/H3K9me2的“写入器”和“读取器”通常维持基因组区域的组成型沉默。相比之下，H3K9甲基化“擦除器”则通过去除这些标记来对抗这种沉默（图1c）。这些擦除器，特别是JUMONJI结构域蛋白JMJ24至JMJ29，通常具有一个保守的JmjC结构域，该结构域在去除H3K9甲基化中起着关键作用。其中的一个关键成员是JMJ25，也被称为IBM1，它能防止沉默标记异常扩散到异染色质区域附近的基因中。通过擦除H3K9me1/H3K9me2，IBM1确保了H3K9甲基化及其相关的DNA甲基化不会扩散到其靶标上，从而维持正常的基因表达并防止不必要的沉默。进一步的研究强调了其他含有JmjC结构域的蛋白，如JMJ24和JMJ26-JMJ29，也具有类似的功能。最近的研究表明，JMJ24、JMJ26和JMJ28不仅参与去除和防止H3K9me1/H3K9me2和DNA甲基化的积累，还参与招募COMPASS样复合体及其亚基，这可能会增加激活性的H3K4甲基化标记，以进一步对抗H3K9介导的沉默。其中一些擦除器调控着参与发育过程和胁迫响应的基因的表达，这突显了它们在基因调控和维持组成型异染色质边界方面的双重作用。

（6）PRC2相关H3K27me3的特征与定位

H3K27甲基化有三种形式：H3K27me1、H3K27me2和H3K27me3，其中H3K27me3是研究最为广泛的一种。H3K27me3通常标记位于可变性沉默基因组区域中的不活跃基因，并在染色体臂上广泛富集。与H3K9me1和H3K9me2不同，H3K27me3并不标记沉默区域中的重复序列，因此在着丝粒及其邻近的异染色质区域中呈耗竭状态。另一方面，H3K27me1会标记组成型沉默区域中的重复序列，其分布与H3K9me1/H3K9me2重叠。H3K27me2的定位与功能尚不清楚，并因针对H3K27各种甲基化形式的抗体之间存在交叉反应而存在争议。有研究提出H3K27me2与H3K27me3共定位。然而，这些甲基化状态之间的关系仍不明确。尽管包括H3K27在内的特定位点赖氨酸可呈单甲基化、二甲基化或三甲基化，但这些形式之间的相互关系尚未完全明确。例如，目前仍是一个未解的问题：H3K27me2是否具有独特的调控功能，或是否仅由于转化不完全而作为H3K27me1与H3K27me3之间的中间状态。

（7）PRC2相关H3K27me3的分子功能

H3K27me3在植物发育过程中沉默基因表达中发挥重要作用。沉默由多梳抑制复合体2（PRC2）介导，该复合体选择性地靶向并抑制参与发育转变的基因。H3K27me3可诱导染色质结构发生变化，阻碍转录机器并使染色质凝聚，从而沉默关键的调控基因。这些作用确保基因在正确的阶段被激活或抑制，从而精确地控制表达模式与时序。尽管H3K27me2可能与H3K27me3共定位，但其功能，尤其是与PRC2介导的沉默之间的关系，仍在很大程度上未知。有趣的是，新的证据表明，H3K27me3能够在多种真核生物中标记转座元件，包括红藻和一些陆地植物，这提示PRC2在抑制转座元件方面具有保守且可能是祖先性的作用。这也表明，H3K27me3与H3K9me2在沉默转座元件方面的作用在进化过程中发生了变化，随着植物进化，被PRC2抑制的转座元件数量在减少。

（8）PRC2相关H3K27me3的writer蛋白

PRC2复合体是H3K27me3的主要“书写者”，并在可变性沉默中发挥关键作用。该复合体中的关键催化酶，包括CLF、SWN和MEA，介导H3K27me的沉积，它们在体外可在H3.1和H3.3上写入H3K27me1、H3K27me2和H3K27me3（图 1d）。然而，PRC2通常不会自行结合其靶标。相反，转录因子结合多梳反应元件并将PRC2招募到其靶位点。在植物中，可变的PRC2核心亚基，包括EMF2、VRN2和FIS2，可以承担这一角色，并分别与CLF、SWN和MEA组合，形成不同的PRC2复合体，负责调控营养生长、春化和种子发育。此外，FIE和MSI1–MSI5也是不可或缺的PRC2核心亚基。

（9）PRC2相关H3K27me3的reader蛋白

H3K27me3的阅读蛋白在加强和凝聚可变异染色质方面发挥重要作用（图 1e）。H3K27me3的主要阅读蛋白LHP1通过其染色质结构域特异性识别并结合H3K27me3。LHP1还通过促进H3K27me3标记区域的凝聚与扩散来强化PRC2在沉积H3K27me3过程中的作用。EBS和SHL是两种可以同时结合H3K27me3和H3K4me3的双价组蛋白阅读蛋白，用于调控PRC2介导的沉默。有趣的是，EBS的C端环形成自抑制环，并介导在H3K27me3与H3K4me3之间的结合偏好切换。这种结合偏好至关重要，因为破坏与H3K27me3或H3K4me3的任一相互作用都会诱导提前开花转变。此外，有研究提出PWO1可结合H3K27me3富集的区域，并介导其与植物中类核纤层结构的相互作用。这种相互作用将某些基因锚定到核周，从而导致这些基因被沉默。类似地，AIPP3可结合H3K27me3，并沉默一部分被H3K27me3标记的基因。

（10）PRC2相关H3K27me3的eraser蛋白

含有JmjC结构域的去甲基化酶ELF6、REF6以及JMJ13/JMJ30/JMJ32，作为H3K27me的“橡皮擦”发挥作用（图 1f）。这些酶调节基因表达抑制与激活之间的动态平衡，这对于受PRC2介导沉默调控的基因的适应性响应至关重要。这些酶特异性地去甲基化H3K27me2/H3K27me3；然而，尚未发现针对H3K27me1的特异性去甲基化酶。

（11）ATXR5/ATXR6相关的H3.1K27me1的特征与定位

H3K27me1标记基因组中持续沉默区域的重复元件，并在着丝粒及近着丝粒区域富集。H3K27me1主要与转座元件相关，而H3K27me3则主要与基因相关。在ATXR5和ATXR6的背景下，由于这些甲基转移酶的特异性，H3K27me1仅沉积于复制依赖型组蛋白H3变体H3.1上。因此，该标记的准确称谓是H3.1K27me1。然而，大多数采用抗体法对H3.1K27me1进行图谱分析的研究无法区分H3.1与H3.3上的H3K27me1。因此，该综述在此处使用H3K27me1以指代这一不确定性。

（12）ATXR5/ATXR6相关的H3.1K27me1的分子功能

H3K27me1主要通过调控异染色质中的DNA复制与修复以及抑制转座元件来确保基因组稳定性。缺失H3K27me1会导致重复序列的再次复制，并在异染色质内引发DNA损伤，这可能是由于DNA修复机制功能失调所致。H3K27me1还可能通过在复制后作为PRC2相关转化为H3K27me2/H3K27me3的快速沉积底物，帮助在细胞分裂过程中维持与PRC2相关的H3K27me3。目前，还没有一个能够完全整合上述H3K27me1分子功能的明确定义模型。

（13）ATXR5/ATXR6相关的H3.1K27me1的writer蛋白

H3.1K27me1由甲基转移酶ATXR5和ATXR6特异性沉积（图1d）。ATXR5和ATXR6含有植物同源域（PHD），其优先结合未甲基化的H3K4，并含有与PCNA相互作用的基序，能够在复制叉处与PCNA结合。有报道指出，这种相互作用会抑制ATXR5/ATXR6的活性，这提示尽管ATXR5和ATXR6在复制叉处与PCNA相互作用，但由于这种抑制作用，H3.1K27me1的沉积可能发生在复制之后的紧接阶段，而非直接在复制叉处。体外与体内研究的结合表明，ATXR5、ATXR6以及H3.1K27me1对组蛋白乙酰化具有敏感性。体外甲基转移酶实验显示，包括H3K27附近残基的组蛋白乙酰化在内的活化型修饰会抑制ATXR5/ATXR6的活性，而H3.1K27me1可能会阻止后续的乙酰化发生。这一点还得到在atxr5 atxr6双突变体中H3乙酰化水平中度升高的支持。尽管基于相关性和体外证据的当前结论仍属推测，但这可能是未来研究ATXR5/ATXR6在维持异染色质中组成型沉默更广泛作用的一个有趣方向。

（14）ATXR5/ATXR6相关的H3.1K27me1的reader和eraser蛋白

关于读取和擦除H3.1K27me1标记的具体机制仍不清楚。鉴于由ATXR5/ATXR6催化沉积的H3.1K27me1在化学性质上与PRC2写入的标记相同，可以推测，读取和擦除H3.1K27me1的过程可能与PRC2相关的组蛋白修饰（如H3K27me3）的过程有所重叠。然而，考虑到PRC2和ATXR5/ATXR6分别主要在常染色质臂和着丝粒周围的异染色质中发挥作用，尚不确定相同的读取因子和擦除因子是否能在这两种染色质环境中都有效工作。因此，也有可能某些表观遗传调控因子更偏好其中一种环境，尽管这一点仍有待进一步研究。这一推测突出了这两条途径在表观遗传调控机制上的潜在重叠或差异，并引出了一个问题：是否需要特异于H3.1K27me1的读取因子和擦除因子。

与转录激活常相关的组蛋白修饰包括组蛋白H3K4me、H3K36me以及组蛋白乙酰化。这些活性标记的沉积通常会削弱DNA与组蛋白之间的相互作用，从而提高染色质可及性并促进转录。

（1）H3K4甲基化的特征和定位

H3K4me具有三种甲基化状态：H3K4me1、H3K4me2和H3K4me3。每一种状态都有不同的定位模式，对基因调控至关重要。H3K4me1分布在活跃基因的整个基因体上，表明正在进行的转录活动。相较之下，H3K4me2和H3K4me3富集于活跃表达基因的启动子区域。综上所述，H3K4的三种甲基化状态标记了染色质处于常染色质、富含基因并且被积极转录的基因组区域。

（2）H3K4甲基化的分子功能

H3K4甲基化在活跃基因中的富集有助于转录机器的招募，从而启动基因表达。然而，其在植物中的分子功能主要依据其定位以及已知H3K4组蛋白甲基转移酶的基因敲除突变体与基因表达丧失之间的相关性。要全面阐明H3K4甲基化发挥激活作用的潜在机制，仍需要直接的生化证据。有趣的是，已有报道指出H3K4me2与植物中的转录水平呈负相关，提示其可能作为一种抑制性表观遗传标记。不过，这一观察尚未得到充分的功能性验证。

（3）H3K4甲基化的writer蛋白

H3K4me的“写入”酶主要由含SET结构域的蛋白质构成，包括拟南芥ATX1至ATX5、拟南芥ATXR3和ATXR7，以及SDG4和SDG26（图1g）。ATXR3被认为是主要的H3K4me3甲基转移酶，负责很大一部分的全局水平。ATX1和ATX2也分别对全局H3K4me3和H3K4me2水平有贡献。类似地，ATX3、ATX4和ATX5调控H3K4me2和H3K4me3，其中ATX5影响最大，但与ATX3和ATX4具有功能冗余。ATX3、ATX4和ATX5还与ATX1处于同一路径中，但与ATX2和ATXR3属于不同路径。最新证据还表明，ATX甲基转移酶与H3K9me1/H3K9me2去甲基酶相互作用以介导转录激活。ATXR7、SDG4和SDG26与H3K36me有关，并被认为也具有H3K4甲基转移酶活性。然而，这一结论主要基于对突变体的遗传学研究（采用western blot和ChIP-qPCR），而非在体外对这种双重活性的直接生化表征。

（4）H3K4甲基化的reader和eraser蛋白

H3K4me的“读取器”（reader）包括含有PHD结构域的蛋白，它们能够结合不同程度的H3K4甲基化（图1h）。AL家族的每一种蛋白（AL1–AL7）都可以以不同亲和力结合H3K4me2/H3K4me3。尽管AL读取器仅存在于植物中，ING读取器在动植物中均有分布，并且在拟南芥中已鉴定到ING1和ING2。类似地，ARID5可通过其PHD结构域识别H3K4me3，并作为Imitation Switch (ISWI)复合体的一部分参与染色质重塑。MRG1和MRG2能够同时结合H3K4me和H3K36me。具有双价组蛋白读取能力的EBS和SHL可同时识别H3K27me3和H3K4me3，其中EBS包含一个自抑制环，可实现其结合偏好的切换。

“擦除器”（eraser），如FAD依赖型组蛋白去甲基化酶LDL1、LDL2、LDL3以及FLD，以及含有JmjC结构域的蛋白JMJ14–JMJ18，在去除H3K4上的甲基基团方面发挥关键作用，从而实现基因表达水平的逆转或精细调控，尤其是在与H3K27me的竞争中（图1i）。

（5）H3K36甲基化的特征和定位

H3K36me具有三种甲基化状态：H3K36me1、H3K36me2和H3K36me3。H3K36me3广泛存在于活跃转录基因的基因体内，在5′端的转录起始位点附近达到峰值，并向3′端延伸。相比之下，H3K36me2也存在于活跃基因的基因体内，但在靠近3′端处表现出更高的富集。在拟南芥中，H3K36me1的特定位点分布模式尚未被明确研究。

（6）H3K36甲基化的分子功能

与其定位一致，H3K36me2和H3K36me3在转录延伸中发挥重要作用，提升RNA聚合酶 II（Pol II）转录的效率。尽管在植物中尚未有明确界定，H3K36me的作用在动物中总体上似乎较为保守，包括与转录延伸复合体PAF1的组分相互作用，招募其他染色质修饰因子以调控转录，并与RNA的可变剪接以及m6A RNA修饰相关。有趣的是，据报道，在植物中H3K36me2和H3K36me3在基因体上的定位与动物相比呈现相反的分布，这提示可能存在某些功能上的分化。

（7）H3K36甲基化的writer蛋白

含有SET结构域的蛋白SDG4、SDG8、SDG25和SDG26被认为参与催化H3K36的甲基化（图 1j），其中SDG8被公认为最主要且表征最充分的H3K36甲基化“写入”酶。对sdg8突变体的大量研究证据表明，SDG8在全基因组H3K36甲基化动态中发挥关键作用，具体来说，促进H3K36me2/H3K36me3的形成，但不促进H3K36me1。遗传学分析显示，SDG8与PAF1复合体的组分协同作用，而后者与Pol II相互作用并促进转录延伸。因此，SDG8可能在共转录过程中，且更具体地在转录延伸阶段沉积H3K36me3。与此一致的是，对带有H3K36me3标记基因的ChIP-seq分析表明，SDG8倾向于在基因的3′端沉积H3K36me3，进一步支持将H3K36me视为在延伸过程中共转录性沉积的标记。

SDG4、SDG25和SDG26很可能是负责催化H3K36甲基化的H3K36甲基转移酶。然而，大量支持性证据来自突变体中的位点特异性遗传研究，而这些研究往往未能全面刻画H3K36各种甲基化状态的响应。为充分理解H3K36甲基化在植物中的作用，有必要更精确地表征这些酶及其对全局H3K36me1、H3K36me2和H3K36me3的分别贡献。

（8）H3K36甲基化的reader蛋白

阅读器蛋白，包括MRG1/MRG2以及EML1和EML3，对于识别H3K36me并调控基因表达至关重要（图 1k）。与H3K36甲基化与活跃转录相关的事实一致，MRG1/MRG2的识别使得MYST家族组蛋白乙酰转移酶1（HAM1）和HAM2得以募集，这两者通过在靶位点沉积组蛋白乙酰化、以H3K36甲基化依赖的方式提升基因表达。有趣的是，MRG1/MRG2与组蛋白伴侣之间的相互作用可以通过调节带有H3K36甲基化标记的染色质，既上调也下调基因表达。尽管H3K36甲基化具有激活作用，MRG1/MRG2也可与组蛋白去乙酰化酶2C（HD2C）相互作用以抑制基因表达，这与在其他位点募集组蛋白乙酰转移酶（HATs）的作用相对。除此之外，EML1和EML3与H3K36甲基化结合，以影响内源性与病毒基因的表达。总体而言，对H3K36甲基化的读取强化了该标记的激活作用，但有时也可能导致沉默。

（9）H3K36甲基化的eraser蛋白

尽管有研究提出JMJ30具有去甲基化H3K36me的能力，但也有相互矛盾的报道对JMJ30的特异性提出了质疑。此外，ICU11作为2-氧戊二酸依赖性双加氧酶（2OGD）家族的成员，据报道可与PRC2协同，促进H3K36me的去甲基化，并推动向由H3K27me3介导的沉默转变，这一过程对于在这两种相互排斥的组蛋白修饰之间的转换至关重要。然而，尽管2OGD结构域与其他去甲基化酶的JmjC结构域具有相似性，ICU11的去甲基化活性尚未在体外得到验证。

（10）组蛋白乙酰化的特征和定位

组蛋白除了甲基化外还经常发生乙酰化。这里我们重点关注H3ac和H4ac，因为它们是最有文献记载的组蛋白乙酰化形式。乙酰化标记（例如H3在K9、K14、K18、K23、K27、K36、K56和K122位点的乙酰化，以及H4在K5、K8、K12、K16和K20位点的乙酰化）主要存在于富含基因的常染色质区域，尤其是启动子和转录起始位点附近。这些乙酰化模式指示转录活跃区域，并且在多种模式系统中通常是保守的。不同残基的乙酰化常常共现，这使得确定单个残基的特异作用变得复杂。例如，H4的高乙酰化与K5、K8、K12和K16的四重乙酰化相关，其沉积通常从K16开始并以K5结束，因此难以区分H4K5ac、H4K8ac、H4K12ac和H4K16ac的个体效应。

（11）组蛋白乙酰化的分子功能

组蛋白尾部富含带正电的赖氨酸残基，这增强了它们与带负电的DNA的亲和力。乙酰化，即添加带负电的乙酰基，会中和这些电荷，从而削弱组蛋白—DNA相互作用并提高DNA的可及性。这一过程直接影响组蛋白的生化特性，不同于诸如甲基化之类的其他修饰，后者通过招募附加因子来影响染色质。尽管组蛋白乙酰化也可作为信号来招募其他因子，但它本身对染色质结构就具有显著影响。乙酰化导致的可及性增强还与转录增加相对应，因为它使Pol II和转录因子能够获得更大的接近性（或更易接触）。

（12）组蛋白乙酰化的writer蛋白

HAT通过向赖氨酸残基添加乙酰基来促进基因转录。在拟南芥中，12个HAT根据其与其他模式系统中已研究的HAT的同源性被划分为不同家族。这些家族包括HAG1（与GCN5相关）、HAG3（与ELP3相关）、HAG2（与HAT1相关）、HAG4/HAG5（与MYST相关）、HAC1/HAC2/HAC4/HAC5/HAC12（与CBP相关）以及HAF1/HAF2（与TAFII250相关）。每个家族都是多种表观遗传修饰复合物的催化组分。对于不同靶位点和组蛋白残基的特异性通常源自它们与其他表观遗传修饰组分的结合，因为HAT本身似乎缺乏特异性的结合活性。

（13）组蛋白乙酰化的reader蛋白

含溴结构域蛋白作为乙酰化标记的主要“读取器”，能够识别并结合组蛋白上的乙酰化赖氨酸，且常见于组蛋白乙酰转移酶（HATs）复合物中。许多含溴结构域蛋白属于溴结构域与额外末端结构域（BET）家族。在植物中，这类蛋白通常含有一个溴结构域，随后接有一个额外的结构域，该结构域对于将其他蛋白招募至被乙酰化的组蛋白上是必需的，从而在组蛋白乙酰化与其他因子之间架起桥梁。尽管普遍认为含溴结构域蛋白能够结合乙酰化并将其他蛋白招募到被乙酰化的组蛋白上，但这种结合的具体分子功能及其与生物学功能的联系在植物中仍有待探索。一个例外是MBD9，被认为通过其溴结构域识别H3K14ac、H3K18ac和H3K23ac。这一过程可能将组蛋白乙酰化与由H2A.Z介导的DNA去甲基化的激活与招募联系起来。

（14）组蛋白乙酰化的eraser蛋白

拟南芥组蛋白去乙酰化酶（HDACs）通过去除乙酰基导致染色质凝缩并抑制基因表达。这些酶可分为多个类别：I类（HDA6、HDA7、HDA9、HDA10、HDA17和HDA19）；II类（HDA5、HDA8、HDA14、HDA15和HDA18）；III类/去乙酰化酶家族（sirtuins，SRT1和SRT2）；IV类（HDA2）；以及植物特有的HD-Tuin类（HDT1–HDT4）（亦称为HD2A–HD2D）。HAT与HDAC活性的平衡对于动态调控基因表达以及防止在持续沉默的基因组区域中组蛋白乙酰化的积累至关重要。

在拟南芥中，研究主要集中于核内组成型的I类HDAC，尤其是HDA6、HDA9和HDA19。转录组分析（在hda6、hda9和hda19突变体中）以及HDA6的染色质结合模式表明，HDA6在调控转座子的去乙酰化与转录沉默方面具有独特作用。相反，与HDA6相比，HDA9和HDA19主要调控基因的转录，而调控的转座子相对较少。此外，HDA9和HDA19均定位于常染色体臂，并在着丝粒周围区域中显著减少。尽管HDA7也被归类为I类HDAC，但近期研究将其表征为仅在花器官中表达的失活型组蛋白去乙酰化酶。进一步地，由于HDA10和HDA17缺失关键的去乙酰化结构域，它们可能是非功能性的。与HAT类似，HDAC本身缺乏结合特异性，其特异性来源于其所组装的表观遗传修饰复合物中的其他组分。

与动物相比，植物对生长环境的适应性更强。从萌发到营养生长和生殖生长等重要的发育阶段，都由每个植物个体的基因预先设定。环境因素可以决定器官数量和大小的变化，或影响生长和阶段转换的时间。本节总结了有关组蛋白修饰在植物发育中作用的最新发现。

组蛋白修饰对于控制种子休眠至关重要，种子休眠是一种即使在有利条件下也能阻止萌发的状态。这种调控取决于关键基因上激活性和沉默性组蛋白标记之间的平衡。通过沉积沉默性标记来抑制主调控因子DOG1，可以解除种子休眠。转录抑制因子VAL1和VAL2会结合到DOG1的启动子上，并招募PRC2来沉积H3K27me3标记。H3K9me2标记也能促进对DOG1的抑制，SUVH4功能缺失会导致种子休眠增强。近期研究表明，SUVH5调控DOG1位点上的H3K9me2水平，并具有招募HDA19以去除乙酰化标记的额外功能，从而进一步抑制DOG1的表达并解除休眠。

相反，DOG1可以通过拮抗H3K27me3或通过沉积活性标记（如H3K4me3和组蛋白H2B单泛素化，H2Bub）而被激活。PICKLE是一种ATP依赖的染色质重塑因子，可被招募到带有H3K27me3的位点以拮抗PRC2介导的H3K27me3。PICKLE与拟南芥昼夜节律时钟中黄昏复合体组分LUX ARRHYTHMO的相互作用，以昼夜节律依赖的方式拮抗在DOG1上的H3K27me3沉积。此外，COMPASS样复合体可被招募以在DOG1上沉积H3K4me3，从而促进其表达。HUB1是另一个重要的种子休眠调控因子，最初通过针对低DOG1表达的遗传筛选被鉴定为H2Bub的书写酶。综合来看，这些研究表明，表观遗传调控是整合多种环境和发育信号以确定抑制DOG1并解除休眠的最佳时机的关键机制。

植物细胞在胚后阶段由多能干细胞产生。涉及组蛋白修饰的稳健调控对于其寿命、多样的形态以及自我更新能力至关重要。Polycomb基因组（PcG）抑制复合体对植物发育必不可少，因为其功能缺失常常与发育缺陷以及多能性因子的异常表达相关。顶端分生组织在组织中心内维持干细胞，组织中心以同源盒转录因子WUS的表达为标志，WUS是分生组织维持的核心因子（图 2a）。分化后，WUS受到PcG复合体的沉默。在花分生组织终止过程中，WUS被MADS转录因子AGAMOUS结合并沉默。最初认为AGAMOUS可直接将PRC2招募至WUS位点，但后来发现它通过诱导转录因子KNU来影响WUS的染色质状态。KNU通过PRC2介导的H3K27me3沉积抑制WUS，并与HDA19以及转录共抑制因子TPL共同形成额外的抑制复合体，从而沉默WUS并终止花分生组织（图 2b）。

图2：植物茎和花发育中的组蛋白修饰。

PcG介导的沉默还以KNOTTED1样同源盒（KNOX）基因为目标，这些基因是顶端分生组织的多能性因子，包括STM、BP/KNAT1和KNAT2。在茎顶端分生组织中，这些KNOX基因带有H3K4me3标记，因此高水平表达以维持干细胞功能（图 2a）。在从茎分生组织萌发的原基细胞中，KNOX基因被转录因子AS1和AS2沉默，从而启动叶器官的发育。AS1和AS2与PRC2的核心亚基CLF和FIE以及EMF1和LHP1相互作用，将PRC2招募至BP、KNAT2以及其他转录因子的启动子（图 2c）。AS1和AS2还与H3K9me2甲基转移酶SUVH4/SUVH5/SUVH6以及组蛋白去乙酰化酶HDA6相互作用，协同沉默KNAT1/KNAT2和其他叶片发育基因（图 2c）。在花原基起始过程中，STM和KNAT1受HDA19抑制；HDA19由生长素反应因子ARF3和ARF4招募（图 2d）。

在根端分生组织中，WOX5和PLT的表达受到严格调控，以调节根的发育。WOX5、PLT1/PLT2以及其他多能性因子在根干细胞中表达，并在分化后被PRC2沉默。染色质重塑因子PICKLE在整个根分生组织中拮抗CLF对WOX5和PLT1/PLT2的活性。类似于WUS仅在组织中心特异表达，WOX5调控根干细胞的维持，并被限制在静止中心。这种空间限制归因于ROW1或BARD1的严格调控，ROW1是一种PHD结构域蛋白，在静止中心之外表达，能够识别带有H3K4me3标记的WOX5并介导其沉默。作为一种多能性因子，WOX5蛋白会扩散至周围的根端柱状细胞干细胞，并招募与TPL相关的转录共抑制子及HDA19来沉默转录因子CDF4。互作研究表明，由多能性因子招募HDACs可能是WUS及其他WOX蛋白在抑制分化程序中的一种保守机制。

许多植物物种能够感知持续的低温暴露，这一过程称为春化，能够促进开花并对生殖成功至关重要。在春化过程中，环境信号被转化为染色质状态，从而在转录层面调控开花相关基因。FLC是一种转录抑制子，它通过抑制典型花激素FT以及其他靶基因，来防止植物在温暖条件下开花。长期的低温暴露会触发对FLC的沉默，即便在重新暴露于温暖温度后仍保持被抑制状态，使经历过冬季的植物能够表达FT，并在春季开花。

在冬季严寒来临之前，FLC的表达由FRIGIDA驱动。FRIGIDA是一种植物特异性的支架蛋白，与多种转录共激活子复合以促进FLC的转录（图 2e）。FRIGIDA与多种组蛋白修饰酶相互作用，包括ATX1、SDG8/SDG25、HAM1/HAM2，以及H2B 泛素化连接酶UBC1和HUB1。因此，FLC的表达会抑制FT，防止过早开花。在初次经历长期低温时，FRIGIDA形成核内凝聚体并从FLC位点被隔离，从而使激活性组蛋白标记得以去除。转录抑制因子VAL1和VAL2结合于FLC的冷记忆元件（CME），并招募HDA9，可能也包括 HDA19，从而有助于去除H3K27ac。更重要的是，VAL1和VAL2招募PRC2沉积H3K27me3，以实现对FLC的初始抑制（图 2e）。PRC2需要额外的具PHD结构域的辅助蛋白VIN3和 VIL1（也称为VRN5），其中VIN3会在长期低温过程中逐渐诱导表达。H3K27me3的成核在细胞间独立发生；随着冬季严寒的推进，FLC在更多细胞中被关闭，其比例与低温持续时间成正比，因此冬季越长，之后开花就能越早开始。在这一阶段，FLC的CME处于包含H3K4me3和H3K27me3的双价染色质状态。EBS和SHL通过其各自的PHD和BAH结构域双重识别H3K4me3和H3K27me3。在低温之前，EBS和SHL在CME处结合H3K4me3，并与VIN3相互作用以启动H3K27me3成核，从而维持CME的双价状态。当气温回升时，VIN3被迅速降解，而VIL1-PRC2与LHP1以及EBS/SHL形成复合体，将H3K27me3从成核区域扩展至整个FLC位点（图 2e）。这在子代细胞中稳定地抑制FLC，使它们能够在随后的温暖条件下的体细胞发育中“记住”冬季严寒。随着FLC被稳定压制，春化过程完成，植株具备开花能力并准备开花。

虽然经过春化处理的亲本植物细胞中含有被H3K27me3标记的FLC，但FLC染色质在子代中必须重置为未春化的状态，这样每一代才能根据季节周期开花。H3K27me3通过细胞分裂而被稀释，并被ELF6从FLC上移除；若ELF6作用失效，则会导致部分春化状态遗传给子代植株。在种子中，先锋转录因子LEC1会结合启动子并重新激活FLC。随后，胚胎因子LEC2和FUSCA3 (FUS3)与VAL1竞争结合CME，从而进一步减弱PcG介导的沉默，并招募FRIGIDA来促进FLC的表达。萌发后，胚胎因子被沉默，使得VAL1能够在冷暴露时结合CME，完成FLC的跨代重置。

干旱和盐分会引起根系的渗透胁迫，这使得植物必须限制蒸腾作用，并调整其代谢反应和发育进程。当感知到缺水信号时，植物激素脱落酸（ABA）会积累，从而引发多种适应性过程，包括气孔关闭、根系调控和转录组重编程。本节将阐述组蛋白修饰如何在响应干旱和盐胁迫的过程中发挥动态作用。

H3K4me3与ABA介导的渗透胁迫反应的转录激活相关。对H3K4me3的全基因组谱系分析显示，H3K4me3富集与干旱和盐胁迫期间的转录诱导存在相关性。在诸如“干旱响应29A”（RD29A）、RD29B和RD22等干旱响应基因上，脱水处理或ABA处理可诱导H3K4me3的富集，并伴随基因表达增加，这些变化在恢复阶段也是可逆的。H3K4me修饰酶在干旱胁迫下调控ABA通路中展现出动态作用。在脱水条件下，ATX1在限速的ABA生物合成基因NCED3（图 3a）上沉积H3K4me3并将其激活，同时也作用于一些与ABA无关的胁迫响应基因。有趣的是，ATX4和ATX5在干旱或ABA处理条件下通过直接结合并促进负调控因子AHG3的表达而对ABA通路进行负调控，从而限制ABA的响应。H3K4me去甲基化酶JMJ17以类似的负向方式发挥作用，通过从一部分脱水和ABA响应基因上去除H3K4me3来限制其表达。值得注意的是，一些干旱响应和盐胁迫响应基因在初次胁迫后累积H3K4me3，并在随后胁迫事件中表现出更强的表达，提示H3K4me3具有胁迫记忆功能。

图3：植物非生物胁迫反应中的组蛋白修饰。

与H3K4me3类似，H3K27me3在应激过程中和应激之后的转录调控中具有广泛功能。ABA转录因子ABI3和ABI4通常受VIL1和由PRC2介导的H3K27me3所抑制，但在应激条件下响应ABA而移除H3K27me3后被激活（图 3a）。因此，VIL1的功能缺失会引发对ABA的高敏感性并提高抗旱性。应激响应型NAC转录因子NAC019和NAC055在应激前同样受LHP1介导的H3K27me3抑制，并在干旱、盐胁迫或ABA处理后解除抑制。一项全局分析研究表明，盐处理会引起H3K27me3略有但显著的降低，从而使响应基因获得“预备”状态，以更快地被激活。在H3K27me3去甲基化酶中，JMJ30和JMJ32被证明与ABA信号传导以及干旱和盐胁迫响应有关。在ABA介导的重编程的下游过程中，H3K27me3常常富集于ABA响应元件上，但在ABA处理后减少，突显了H3K27me3去除与ABA响应之间的紧密联系。

组蛋白乙酰化同样被认为参与了干旱和盐胁迫下的转录重编程。渗透胁迫会提高整体组蛋白乙酰化水平，并在拟南芥、水稻及其他植物物种中上调组蛋白乙酰转移酶（HATs）的表达。在毛果杨（Populus trichocarpa）中，AREB1将Spt-Ada-Gcn5乙酰转移酶（SAGA）复合体招募到干旱响应基因的ABA反应元件上。盐胁迫诱导GCN5的表达，进而激活促进细胞壁完整性和盐耐受性的基因。另一方面，组蛋白去乙酰化酶（HDACs）似乎具有多效性功能。RPD3家族的HDAC在干旱胁迫响应中表现出相反作用，其中HDA6和HDA15促进耐受性，而HDA9和HDA19可能作为负调控因子。在盐胁迫中，HDA6、HDA9、HDA15和HDA19似乎都表现为负调控因子。在干旱条件下，HDA9与PWR和ABI4协同作用，直接限制主要ABA 8’-羟化酶基因CYP70A1的表达。HD2家族去乙酰化酶HD2A、HD2C和HD2D受到ABA处理的抑制，且已被证明在干旱和盐胁迫下调控气孔关闭与根系发育中的ABA信号。

其他组蛋白翻译后修饰也参与了由干旱和盐胁迫诱导的转录重编程。在水稻和拟南芥中均有证据支持H2Bub在促进胁迫响应基因表达中的正向作用。类似地，水稻中的H3K36me3促进限速型ABA生物合成基因OsNCED的表达，这些基因对干旱耐受至关重要。抑制性PTMs H3K9me2和H3R4me2s也被证明参与调控干旱响应基因。干旱和ABA处理可诱导JMJ27和JMJ29去除胁迫响应基因GOLS2和RD20上的H3K9me2，从而提升耐受性。抑制性标记 H4R3me2s（精氨酸3的对称二甲基化）通过其“书写酶”PRMT5在受胁迫前抑制干旱响应基因。渗透胁迫会降低PRMT5的积累，从而解除其对CAS（重要的气孔关闭钙感受器）以及脯氨酸生物合成基因P5CS1所施加的抑制。

在远高于正常条件的温度下，热胁迫（HS）会在分子、细胞和个体水平破坏植物的稳态，从而需要产生适应性响应。研究发现，为应对HS，伴随转录变化会出现动态的组蛋白翻译后修饰改变。暴露于HS时，通常被抑制的对热响应基因会被迅速诱导，且往往需要组蛋白高乙酰化以实现及时且充足的表达。GCN5沉积H3乙酰化并促进紫外线高敏6（ULTRAVIOLET HYPERSENSITIVE 6）和热休克转录因子A3（HSFA3）这类HS转录因子的表达。值得注意的是，HDAC在HS响应中呈现动态作用。HDA9在高温下被稳定并在HS响应中促进热耐受，而HDA19则通过未知机制抑制热耐受。HD2B与HD2C在HS响应中具有冗余功能，二者均受损的突变体对高温高度敏感。H3K4me3对于HS响应基因的诱导也很重要。ATX1和SDG25在HS期间上调，并且对于若干HS响应基因的充分表达是必需的。

植物表现出对热胁迫（HS）暴露的体细胞记忆，这种记忆可使植物在再次遭遇HS时获得更好的适应能力。HS记忆基因的一个标志是H3K4me3的积累。热休克因子HSFA2和HSFA3通过形成异源二聚体复合物，招募尚不明确的H3K4me3甲基转移酶，以介导I型HS记忆基因的诱导以及在初始胁迫解除后的数天内维持其长时间表达。尽管ATX1和SDG25促进热诱导型转录，但它们不太可能是负责的甲基转移酶，因为它们并不影响I型HS记忆基因的表达。有趣的是，HSFA2对靶基因的结合是短暂的，无法解释这些基因的持续表达。相反，初始被H3K4me3标记的染色质很可能通过降低记忆基因上的组蛋白周转而在一定程度上得以保留。II型HS记忆基因的特征是在反复热胁迫下表现出增强的再诱导能力，且它们与I型基因也有部分重叠。II型基因HSP22和HSP17.6因其基因体区域H3K27me3的持续去除而被预激，进而更强烈地表达。基于突变体研究和DNA结合证据，JMJ30和JMJ32很可能是作用于这些基因的H3K27me3去甲基化酶（图3b）。通过将JMJ H3K4去甲基化酶结构域可诱导性地靶向至II型基因APX2，进一步证明了H3K4me3在HS记忆中的作用。近期的全基因组分析再次确认了H3K4me3和H3K27me3在HS记忆中的功能。有趣的是，REF6与HSFA2通过正反馈环路共同促进HS记忆。当REF6去除H3K27me3并诱导HSFA2表达时，HSFA2又可直接结合并促进REF6的表达。

除了热胁迫之外，组蛋白修饰也参与热形态发生——即在低于热胁迫阈值的较高环境温度下发生的形态学适应反应。光敏色素相互作用因子4 PIF4是热形态发生信号通路中的关键转录因子。HDA15在正常温度下可直接结合并抑制热形态发生诱导基因，并与PIF4的拮抗因子远红光下长下胚轴1（HFR1）相互作用。HDA9和HDA19在热形态发生的激活中发挥正向作用；然而，尽管HDA9和HDA19展现出相似的温度响应表型，它们共享的靶基因却很少。REF6在热形态发生过程中介导H3K27me3去甲基化，并与PIF4协同促进若干被H3K27me3标记的热形态发生相关基因的表达。热形态发生还可诱导全基因组范围内H3K36me2/H3K36me3水平的升高，并伴随许多RNA转录本的可变剪接变化。与此一致，SDG8/SDG26和MRG1/MRG2的突变体表现出相应的可变剪接缺陷、温度诱导的开花及发育异常。此外，数百个基因在升高温度下通过JMJ14/JMJ15/JMJ18介导的H3K4me3去除而受到抑制，但其被靶向的具体机制仍不清楚。

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